Штаммы ассоцианты что это такое
Определение селективных свойств питательных сред
10.2.1. Проведение испытания
Для определения селективных свойств питательных сред испытуемую и аттестованную среды контаминируют штаммами-ассоциантами, каждым в отдельности, с посевной дозой на 2 порядка выше, чем доза тест-штамма.
Посев на агаризованные среды проводят поверхностным методом. В 2 чашки с каждой средой (испытуемой и стандартной) вносят по 0,1 мл рабочей взвеси штамма-ассоцианта с концентрацией 10 5 КОЕ/мл.
Для посева на жидкие питательные среды в 2 пробирки с каждой средой вносят по 0,1 мл рабочей взвеси с концентрацией 10 5 КОЕ/мл штамма-ассоцианта. На всех засеянных питательных средах (в чашках Петри и пробирках) после наиболее длительного срока инкубации для этого теста при соответствующей температуре отмечают отсутствие роста штамма-ассоцианта.
10.2.2.Требование к селективным свойствам питательных сред
Испытуемая селективная среда считается годной к использованию, если при посеве штаммов-ассоциантов наблюдается полное отсутствие их роста.
Определение диагностических свойств питательных сред
10.3.1. Выполнение испытания
Для подтверждения диагностических свойств питательной среды бактериологической петлей делают посев бульонной культуры тест-микроорганизмов (каждого в отдельности) на 2 чашки Петри или в 2 пробирки с испытуемой средой. После инкубации в стандартных условиях определяют характерные признаки тест-штаммов определенного вида микроорганизмов: внешний вид колоний, цвет, наличие пигмента, ореол вокруг колоний, изменение цвета среды и др. (табл. 7).
Для подтверждения селективных свойств диагностических питательных сред делают посев бульонной культуры штаммов-ассоциантов (каждого в отдельности) на испытуемую среду. После инкубации в стандартных условиях рост штаммов-ассоциантов должен отсутствовать.
10.3.2. Требование к диагностическим свойствам питательных сред
Испытуемая среда считается годной к использованию, если морфологические и диагностические признаки тест-микроорганизмов соответствуют описанию, приведенному в табл. 8, при этом рост штаммов-ассоциантов полностью отсутствует.
Дата добавления: 2016-01-30 ; просмотров: 1396 ; ЗАКАЗАТЬ НАПИСАНИЕ РАБОТЫ
Микробиологическая чистота (стр. 11 )
 | Из за большого объема этот материал размещен на нескольких страницах: 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 |
10.1.2. Испытание агаризованных сред
Испытуемую и аттестованную агаризованные среды разливают в чашки Петри диаметром 90 мм по 15 – 20 мл, подсушивая агар после застывания. По 0,1 мл рабочей взвеси тест-микроорганизма с концентрацией 103 КОЕ/мл засевают поверхностным методом на чашки Петри с испытуемой и аттестованной средами в двойной повторности.
На агаризованнных средах после инкубации подсчитывают колонии тест-штаммов микроорганизмов и определяют коэффициент прорастания Кпр по формуле:
,
где: N – среднее арифметическое числа колоний на чашке Петри с испытуемой средой;
Nо – среднее арифметическое числа колоний на чашке Петри с аттестованной средой.
10.1.3. Испытание жидких сред
Жидкие испытуемые и аттестованные питательные среды разливают в стерильные пробирки размером 15 Ч 150 мм по 10 мл. По 0,1 мл рабочей взвеси тест-штамма микроорганизма с концентрацией 103 КОЕ/мл засевают в пробирки с испытуемой и стандартной средой (по 3 пробирки для каждого вида среды). Инкубируют при соответствующей температуре в течение минимального для этого теста времени. Рост микроорганизмов определяют визуально.
10.1.4. Требование к ростовым свойствам питательных сред
Испытуемая агаризованная среда считается годной к использованию, если коэффициент прорастания не менее 0,7 по сравнению с аттестованной питательной средой.
Испытуемая жидкая среда считается годной к использованию, если на испытуемой и аттестованных средах наблюдают визуально одинаковый рост тест-штамма.
10.2. Определение селективных свойств питательных сред
10.2.1. Проведение испытания
Для определения селективных свойств питательных сред испытуемую и аттестованную среды контаминируют штаммами-ассоциантами, каждым в отдельности, с посевной дозой на 2 порядка выше, чем доза тест-штамма.
Посев на агаризованные среды проводят поверхностным методом. В 2 чашки с каждой средой (испытуемой и стандартной) вносят по 0,1 мл рабочей взвеси штамма-ассоцианта с концентрацией 105 КОЕ/мл.
Для посева на жидкие питательные среды в 2 пробирки с каждой средой вносят по 0,1 мл рабочей взвеси с концентрацией 105 КОЕ/мл штамма-ассоцианта. На всех засеянных питательных средах (в чашках Петри и пробирках) после наиболее длительного срока инкубации для этого теста при соответствующей температуре отмечают отсутствие роста штамма-ассоцианта.
10.2.2.Требование к селективным свойствам питательных сред
Испытуемая селективная среда считается годной к использованию, если при посеве штаммов-ассоциантов наблюдается полное отсутствие их роста.
10.3. Определение диагностических свойств питательных сред
10.3.1. Выполнение испытания
Для подтверждения диагностических свойств питательной среды бактериологической петлей делают посев бульонной культуры тест-микроорганизмов (каждого в отдельности) на 2 чашки Петри или в 2 пробирки с испытуемой средой. После инкубации в стандартных условиях определяют характерные признаки тест-штаммов определенного вида микроорганизмов: внешний вид колоний, цвет, наличие пигмента, ореол вокруг колоний, изменение цвета среды и др. (табл. 7).
Для подтверждения селективных свойств диагностических питательных сред делают посев бульонной культуры штаммов-ассоциантов (каждого в отдельности) на испытуемую среду. После инкубации в стандартных условиях рост штаммов-ассоциантов должен отсутствовать.
10.3.2. Требование к диагностическим свойствам питательных сред
Испытуемая среда считается годной к использованию, если морфологические признаки тест-микроорганизмов соответствуют описанию, приведенному в табл. 7, при этом рост штаммов-ассоциантов полностью отсутствует.
10.4. Стерильность питательных сред
Не менее 5 % емкостей (флаконов, пробирок) от каждой партии приготовленной питательной среды контролируют на стерильность, выдерживая их при соответствующей температуре в течение 48 – 72 ч. При обнаружении микробного роста хотя бы в одной из емкостей испытуемая партия питательной среды подлежит уничтожению.
10.5. Хранение питательных сред
Сухие питательные среды необходимо хранить герметично упакованными, в защищенном от света сухом месте при температуре 2 – 30 оС в соответствии с Инструкцией по применению производителя. После вскрытия упаковки на флаконе необходимо написать дату и далее хранить при комнатной температуре до окончания срока годности. Приготовленные из сухих смесей и разлитые во флаконы питательные среды хранят 1 мес при комнатной температуре или 3 мес при температуре 2 – 8 оС, если не указано иное в нормативной документации производителя. Срок годности сред, разлитых в чашки Петри, составляет 7 сут при температуре 2 – 8 оС. Исключение составляет среда № 4, разлитая в чашки Петри, срок годности которой не более 3 сут при хранении без доступа света.
Симптомы «омикрона»: Как отличить заражение новым штаммом от «дельты»
Штамм коронавируса «омикрон», у которого вдвое больше мутаций в S-белке, чем у «дельты», уже считается крайне заразным (один больной может заразить 3-3,5 человека против 0,8 у «дельты») и был обнаружен почти в 80 странах мира. Точно отличить один штамм от другого помогут медицинские анализы, однако есть ряд симптомов, которые могут облегчить определение варианта вируса.
В отличие от омикрона, заражение «дельтой» (этот штамм сейчас, наряду с оригинальным уханьским штаммом коронавируса, доминирует в Москве) характеризуется головной болью, болью в горле и насморком, то есть классическими признаками ОРВИ, пишет The Telegraph. Приложение ZOE tracker, разработанное Королевским колледжем Лондона, зафиксировало наиболее частые жалобы пациентов, такие как пульсирующая головная боль от умеренной до сильной сроком до пяти дней, которую сложно унять обезболивающими.
Во время первых трех волн заболеваемости коронавирусом 100% пациентов, госпитализированных в одно из крупнейших частных учреждений ЮАР, нуждались в кислороде. Текущая волна заболеваемости в ЮАР показывает, что в нем нуждаются только 10% пациентов в больнице, пишет британское издание. При этом в 90% случаях «омикрон» был выявлен случайно, то есть пациент обращался в клинику не из-за коронавируса.
Пока что все зараженные на территории РФ переносят заболевание в легкой форме или даже без симптомов, часть заболевших была ранее привита, сообщала глава Роспотребнадзора Анна Попова.
Чтобы обезопасить себя и близких от заражения, врачи рекомендуют привиться полным циклом против коронавирусной инфекции. Если ранее вы болели COVID-19 или уже были привиты, то стоит пройти ревакцинацию одним уколом, если после последней вакцинации или после болезни прошло более полугода. По данным ученых, это должно привести к всплеску выработки антител, которые защитят от тяжелого течения болезни.
Штаммы ассоцианты что это такое
Изучение особенностей межмикробных взаимодействий в ассоциациях бактерий определенного биотопа, включающее не только оценку модификации роста/размножения симбионтов, но и изменение уровня экспрессии факторов их патогенности и персистенции, может позволить получить новые знания по механизму формирования микросимбиоценозов при разных формах инфекционного процесса, предложить критерии диагностики нормо- и патоценоза, открывает перспективы биорегуляции персистентного потенциала микроорганизмов [5].
Материалы и методы исследований
Объектом исследований были 46 штаммов стафилококков и 6 штаммов коринебактерий, выделенных со слизистой оболочки миндалин здоровых людей и больных хроническим тонзиллитом. Выделение штаммов микроорганизмов проводили на основании общепринятых методов [10]. Идентификацию проводили на основании тинкториальных свойств и биохимических тестов MIKRO-TEST (LaChema, Чехия) для стафилококков и тест-системы ДИФ-КОРИНЕ (НПО «Диагностические системы», Н. Новгород, Россия) для коринебактерий. Среди изученных стафилококков 50 % штаммов были выделены от больных хроническим тонзиллитом. Это представители видов: Staphylococcus aureus (13 ± 4,9 %), S.warneri (19,6 ± 3,9 %), S.haemolyticus (17,4 ± 5,5). Вторая половина изученных микроорганизмов была выделена со слизистой оболочки миндалин здоровых людей. Это виды: S.capitis (17,4 ± 5,5 %), S.epidermidis (15,2 ± 5,3), S.xylosus (17,4 ± 5,5 %). Изучено влияние экзометаболитов 6 штаммов коринебактерий вида C.xerosis, выделенных со слизистой оболочки здоровых людей и больных хроническим тонзиллитом на экспрессию ростовых показателей, гемолитическую и антилизоцимную активности стафилококков. Моделирование ассоциации в жидкой питательной среде проводилось путем обработки клеток доминантных бактерий-симбионтов стерильными фильтратами суточных бульонных коринебактерий (культур-ассоциантов), содержащих активные метаболиты. Стерилизацию культуральных жидкостей проводили с использованием фильтров Millipore (Ø 0,45 мкм). Ростовые характеристики исследуемых штаммов оценивались по показателю светопоглощения (OП) на спектрофотометре Genesys 6 (TermoStofic) при длине волны λ = 540 нм (ширина кюветы 0,5 cм) до и после суточной инкубации. Модификация роста бактерий в опыте определялась по разнице OП опытной и контрольных проб. Количественную оценку антилизоцимной активности (АЛА) микроорганизмов проводили фотометрическим методом [3]. Гемолитическая активность бактерий определялась по лизису эритроцитов крови барана [6]. Материалы, полученные в результате 10 параллельных серий опытов указанными выше методами, были подвергнуты статистической обработке с использованием компьютерной программы SPSS 8.0 for Windows для вычисления средней арифметической ряда (M); средней ошибки средней величины (m); критерия значимости (t) Стьюдента, для выявления существенных различий между средними величинами ряда; определяли вероятность значений разницы (p) [7].
Результаты исследований и их обсуждение
Штаммы ассоцианты что это такое
Популяции микроорганизмов, вступая в сложные взаимоотношения – конкурентные или кооперативные, при заселении различных частей органов, тканей микроорганизма формируют его специфический «микросимбиоценоз» [7]. При описании форм природных и искусственных сообществ микроорганизмов в литературе используется термин «ассоциации». В работах последнего десятилетия прошлого века для описания ассоциативных отношений или эктосимбиозов стали использовать термин «ассоциативный симбиоз» [8]. По мнению О.В. Бухарина, ассоциативный симбиоз – это многокомпонентная интегральная система, включающая хозяина в качестве макропартнера, стабильный доминантный микросимбионт и ассоциированные микросимбионты с разнонаправленными воздействиями, определяющими формирование, стабильность существования и продуктивность симбиоза в целом [2].
Большой интерес для исследований ассоциативных эктосимбиозов с микроорганизмами представляет ризосфера (узкая область почвы вдоль поверхности корней), так как она богато заселена микроорганизмами, оказывающими полифункциональное положительное влияние на растения [4]. Для обозначения таких бактерий используют термин plant growth promoting rhizobacteria (PGPR). Стимулирующие рост растений ассоциативные ризобактерии оказывают влияние на физиологические процессы растений, урожайность и качество растительной продукции [5], поэтому они все шире применяются в отечественном и мировом земледелии. Ризосфера служит их основной экологической нишей с наиболее благоприятными условиями [9]. В ризосферу из корней активно поступают сложные смеси легкодоступных органических источников энергии и углерода, что обусловливает ее высокую микробиологическую активность и образование отличающихся от почвенного микробоценоза специфических ризосферных микробных сообществ [7, 10].
На поверхности вегетативных подземных органов растений в основном доминируют грамотрицательные бактерии родов Pseudomonas, Erwinia, Xanthomonas, Flavobacterium, а в ризосфере и ризоплане растений – Pseudomonas, Flavobacterium, Agrobacterium, Azospirillum [2, 4]. Механизм действия этих микроорганизмов на фитопатогены включает конкуренцию за источник питания, эффективную колонизацию ризосферы, синтез антибиотических и рострегулирующих веществ [1]. Ассоциативные микроорганизмы, выделяющие в процессе роста антибиотические гетерогенные низкомолекулярные вещества, способны при низких концентрациях подавлять активность других микроорганизмов и тем самым влиять на жизнедеятельность растений [5].
Для изучения взаимодействий с полезными формами бактерий в ризосфере продуктивна концепция, согласно которой ассоциативные ризобактерии образуют с растением единую растительно-микробную систему с новыми свойствами, детерминированными положительным взаимодействием партнёров [2]. К ассоциативным предложено относить виды микроорганизмов, оказывающие положительное влияние на растения, но колонизирующие только поверхности органов и/или свободные пространства тканей. Ассоциативные микроорганизмы обитают в зоне прямого влияния растений, прилегающей к корням в почве или заселяют поверхность корней. Ризосферные микроорганизмы формируют на корнях растений сложные по таксономическому составу и структурно-функциональной организации сообщества, которые оказывают на растения полифункциональное воздействие [4].
Механизмы положительного влияния ризобактерий на жизнедеятельность растений делят на прямые и опосредованные. К прямым способам воздействия на растения предлагают относить: ассоциативную азотфиксацию, образование ростстимулирующих веществ, обеспечение легкоусвояемыми формами железа, фосфора и/или поглощение их из почвы и доставку в растения, формирование специфических трофических связей, уменьшение уровня этилена. Непрямые способы – предотвращение или уменьшение роста фитопатогенных почвенных микроорганизмов за счет выделения бактерицидных и антифунгальных метаболитов [2, 9].
Одной из важнейших проблем современного растениеводства являются фитопатогены, не только «традиционные» (облигатные), но и так называемые полиморфные группы грибов, включающие как сапротрофные, так и паразитические формы, многие из которых известны как биоразрушители, патогены культурных и дикорастущих растений [10]. Большинство сортов сельскохозяйственных культур в среднем реализуют только 20–25 % генетического потенциала продуктивности. При обеспечении защиты от возбудителей болезней, вредителей и сорняков они способны формировать значительно больший урожай. Среднемировой уровень потерь вследствие поражения сельскохозяйственных растений фитопатогенными микроорганизмами оценивается в 12 %. Это определяет важность защиты растений как одного из факторов интенсивного растениеводства. Установлено, что в борьбе с возбудителями болезней растений возможно использовать бактерии, обладающие антагонистическим действием по отношению к фитопатогенам [9]. Имеются сведения о том, что формирование эффективной растительно-бактериальной ассоциации определяется не только количеством выделяемых растением в ризосферное пространство растворимых органических соединений (экссудатов), но и их качественным составом, влияющим на приживаемость и размножение штамма в ризосфере. По этой причине можно говорить об относительной приуроченности штаммов PGPR к определенным видам и даже сортам растений, имеющим специфические характеристики химических корневых выделений [10]. Однако до сих пор антагонистическая активность ризосферных бактерий по отношению к фитопатогенам остается малоизученной.
Целью исследования явилось изучение антагонистической активности растительно-бактериальных ассоциантов по отношению к условно-патогенной и патогенной микрофлоре.
Материалы и методы исследования
Для выделения и идентификации используемых культур использовали такие питательные среды, как ЖСА, Эндо и МПА (Оболенск). Видовую идентификацию выделенных микробных ассоциантов проводили на основе изучения их морфологических, тинкториальных и биохимических свойств [6]. Для выявления Pseudomonas fluorescens использовали люминесцентную микроскопию (микроскоп – МИКМЕД-6 ЛЮМLed).
Антагонистический эффект выявляли у бактерий Pseudomonas fluorescens и Bacillus subtilis. В качестве тест-объекта использовали Staphylococcus aureus и Escherichia coli, обладающие типичными свойствами. Staphylococcus aureus – грамположительные кокки, диаметром 0,5–1,5 мкм, расположенные в мазке в виде небольших групп или виноградных гроздей, неподвижные (не имеют жгутиков), не образующие спор. Биохимически очень активны: продуцировали каталазу, восстанавливали нитриты из азота, обладали способностью гидролизовать белки, расщеплять многие углеводы в аэробных условиях. S. aureus расщепляли маннит и глюкозу не только в аэробных условиях, но и в анаэробных. Escherichia coli – короткие подвижные грамотрицательные палочки с закругленными концами, ферментировали лактозу с образование кислоты и газа (или лактозонегативны), на голодной среде c цитратом не расли, реакция Фогеса‒Проскауэра отрицательна, проба с MR положительна, не имели фенилаланиндезаминазы, не давали рост на среде с KCN [6]. Определение антимикробной активности проводили методом перпендикулярных штрихов [3]. Испытуемые штаммы наносили в виде штриха по диаметру, после инкубации 2–3 суток при температуре 37 °С к штаммам перпендикулярно подсевали тест-объекты (S.aureus и E.coli.). Антимикробные вещества, диффундирующие в толщу агара, задерживали рост чувствительных к ним микроорганизмов, что проявлялось в образовании зон отсутствия роста микробов (мм). О наличии и степени антагонистической активности у испытуемой бактерии судили по величине зоны ингибирования тест-штамма на границе со штрихом роста бактерии.
Результаты исследования и их обсуждение
Проведенные исследования показали, что в микробоценозе ризосферы и ризопланы изученных семейств растений преобладали Pseudomonas fluorescens и Bacillus subtilis, характерной особенностью P. fluorescens являлись флюоресценция в ультрафиолетовом цвете, расщепление оксидазы и окисление глюкозы OF. P. fluorescens, в отличие от B.subtilis обладали подвижностью. B.subtilis проявляли маннит- и каталазаположительную активность, не расщепляли мочевину, обладали способностью к спорообразованию и давали положительную реакцию Фогеса‒Проскауэра (табл. 1).
Биохимическая активность ризосферных бактерий